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¿Por qué el electroporador necesita una cubeta?

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Nunca obtuve un electroporador para mi laboratorio en casa. Debido a que es muy caro, estoy tratando de crear una versión barata para mí. En todo el diseño comercial, veo que tenemos que poner la muestra en una cubeta de 0,1 cm-0,2 cm para hacer una electroporación, ¿puedo simplemente reemplazarla con un tubo de plástico eppendorf y poner mi electrodo de aluminio de 0,1-> 0,2 cm dentro?


En general, desaconsejaría la fabricación de un electroporador casero: el voltaje necesario para la electroporación es tan alto, que incluso con equipo profesional puede obtener fácilmente un arco eléctrico. En un dispositivo de fabricación propia que supondría un grave peligro de incendio.

Sin embargo, incluso teóricamente hay problemas con el diseño que propones:

1) Es importante que TODAS las células bacterianas de la cubeta se expongan al campo eléctrico inducido por el pico de alto voltaje. Si usa electrodos simples, solo afectará las pocas celdas directamente entre ellos, lo que reducirá drásticamente la eficiencia de la electroporación. Para que su diseño funcione correctamente, necesitará electrodos que exactamente Haga coincidir las dimensiones de un tubo Eppendorf para asegurarse de que todas las bacterias se aprieten entre ellos.

2) Con su dispositivo solo puede hacer una electroporación, luego debe limpiar a fondo los electrodos. Esto debe hacerse por dos razones: primero, no desea que ninguna bacteria se traslade (o como Chris señaló el ADN) de un lote a otro. En segundo lugar, los electrodos deben estar limpios de cualquier sal (u otras moléculas que aumenten la conducción en una solución) para evitar un arco eléctrico entre ellos.


ElectroPen: un electroporador portátil sin electricidad y de muy bajo costo

Afiliaciones Escuela de Ingeniería Química y Biomolecular, Instituto de Tecnología de Georgia, Atlanta, Georgia, Estados Unidos de América, Escuela secundaria Lambert, Suwanee, Georgia, Estados Unidos de América

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Afiliación Lambert High School, Suwanee, Georgia, Estados Unidos de América

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RESUMEN

El etiquetado de moléculas específicas y su control artificial en células vivas son técnicas poderosas para investigar la dinámica molecular intracelular. Para utilizar estas técnicas, los compuestos moleculares (de aquí en adelante descritos simplemente como "muestras") deben cargarse en las células. Las técnicas de electroporación se aprovechan para cargar muestras impermeables a la membrana en las células. Aquí, desarrollamos un nuevo electroporador con cuatro características especiales. (1) Se aplican impulsos eléctricos a las células adherentes directamente, sin retirarlas del sustrato. (2) Las muestras se pueden cargar en las células adherentes mientras se las observa en la platina de un microscopio invertido. (3) Solo son suficientes 2 μl de solución de muestra. (4) El dispositivo es muy fácil de usar, ya que la cubeta, que está conectada a la punta de una pipeta automática disponible comercialmente, se manipula a mano. Usando nuestro dispositivo, cargamos una sonda fluorescente de filamentos de actina, Alexa Fluor 546 phalloidin, en queratocitos migratorios. El nivel de esta sonda en las células podría ajustarse fácilmente cambiando su concentración en el medio de electroporación. Las muestras se pueden cargar en queratocitos, células HL-60 similares a neutrófilos y Dictyostelium células en un cubreobjetos y queratocitos en un sustrato de silicona elástica. El nuevo dispositivo debería ser útil para una amplia gama de células adherentes y permitir la electroporación de células en varios tipos de sustratos.


Cubetas de electroporación: ¿un solo uso? - (23 / Sep / 2006)

Hola,
¿Se pueden usar las cubetas de electroporación solo una vez en realidad?
Quiero decir, ¿crees que puedo usarlos una y otra vez para la transformación de la misma línea bacteriana con el mismo ADN?

Dicen que solo se usa una vez, pero creo que se puede usar juz una vez más si es el mismo ADN y la misma línea bacteriana.
el ejecutivo de marketing que vino a hacer una demostración del electroporador dijo que si se hace el mismo ADN y la misma línea bacteriana, la misma cubeta se puede usar nuevamente para la electroporación el mismo día.
buena suerte. prueba yc

de hecho, esas cubetas de electroporación de un solo uso se pueden usar una y otra vez.

Hasta que se agriete por mal uso y manejo brusco.

Después de usar una cubeta, simplemente tírela en un vaso de precipitados de Trigen diluido (detergente no iónico).

Una vez que el vaso esté lleno, enjuague las cubetas rigurosamente al menos 5 veces con agua corriente del grifo, seguido de al menos 4 veces con agua destilada. Remojar en agua destilada muy caliente durante 15 minutos (opcional). Luego agite vigorosamente con EtOH al 70% durante 20 minutos (usamos un agitador para agitar). Reemplace la solución con EtOH al 70% fresco, agite un poco más (20 min). Haga esto durante un tercer ciclo final. Luego drene el EtOH, cubra y déjelo en un banco durante unos días para que el EtOH se evapore.

solíamos usar las cubetas hasta que se agrietaban.

Las lavaríamos y arrojaríamos las cubetas en un vaso de precipitados con etanol al 70%. Luego lo lavábamos vigorosamente con agua un par de veces y finalmente lo lavábamos con agua destilada y luego lo volvíamos a secar.

Seguimos prácticamente lo mismo que se mencionó anteriormente en nuestro laboratorio, excepto que también exponemos las cubetas a la luz ultravioleta (aproximadamente 5 minutos).

Ok, aquí es realmente simple, solo se lavan con etanol tres veces y se vuelven a usar directamente. Como todos aquí están convencidos de obtener excelentes resultados, sigo informando sobre contaminación. Me pregunto si es de las cubetas, sin embargo, solo tenemos 5 cubetas en el laboratorio que se reutilizan constantemente durante muchos años, por lo que no puedo probar con nuevas para verificar dos veces, cuyo pedido está obviamente fuera de lugar. De todos modos, estoy empezando a sospechar que otros también tienen contaminación, pero no informo.

Contaminación .. oh cielos. Ocurre con la reutilización de cubetas, pero suele ser muy pequeña.

Las cubetas pueden ser bastante baratas si tuviera que comparar precios. No estoy seguro de cuánto cuestan en Japón, pero en el Reino Unido el precio puede variar desde 11GBP por cubeta hasta 1GBP. Todas las cubetas se ven exactamente iguales, funcionan igual. Incluso tienen el mismo código de color. Creo que es el mismo producto con un precio diferente para atrapar a la gente y dejarla seca.

Así que quizás sería una buena idea darse una vuelta. Las empresas más pequeñas (al menos aquí) tienden a ser un poco menos sedientas de sangre con sus precios y más amigables / rápidas con su servicio.

solíamos conseguirlo por 1-2 euros la pieza. Podrías intentar conseguir solo algunas piezas para probarlo.

Siempre he reutilizado las cubetas de electroporación y las he reutilizado. miliq de agua y etanol al 70% es suficiente como lavado. Por lo general, rocio primero con agua, luego con etanol, luego nuevamente con agua, seco y guardo para la siguiente ronda.

me gusta viv, y cada dos meses, pongo todas las cubetas en un baño de NaOH 0,5 N durante 1 hora a toda la noche y luego las lavo con agua.
Sin contaminación hasta ahora.
Los tiro cuando el arco eléctrico ocurre dos veces con la misma cubeta.


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El proceso

La electroporación se realiza con electroporadores, aparatos que crean la corriente eléctrica y la envían a través de la solución celular (típicamente bacterias, pero a veces se usan otros tipos de células, como se discutió anteriormente). La solución se pipetea en una cubeta de vidrio o plástico que tiene dos electrodos de aluminio en sus lados.

Por ejemplo, para la electroporación bacteriana, se suele utilizar una suspensión de unos 50 microlitros. Antes de la electroporación se mezcla con el plásmido a transformar. La mezcla se pipetea en la cubeta, el voltaje se establece en el electroporador (a menudo se usan 240 voltios) y la cubeta se inserta en el electroporador. Inmediatamente después de la electroporación se agrega 1 mililitro de medio líquido a las bacterias (en la cubeta o en un tubo eppendorf), y el tubo se incuba a la temperatura óptima de las bacterias durante una hora o más y luego se extiende sobre una placa de agar.

El éxito de la electroporación depende en gran medida de la pureza de la solución de plásmido, especialmente de su contenido de sal. Las soluciones impuras pueden causar una pequeña explosión (conocida como arco), en cuyo caso las bacterias están muertas y es necesario rehacer el proceso. Si esto sucede con frecuencia, se puede realizar una precipitación adicional antes de la electroporación.


¿Por qué el electroporador necesita una cubeta? - biología

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Hola, quiero comenzar a probar la trampa trampa para obtener muestras de hormigas, pero necesito realizar un análisis molecular en esos insectos. Entonces, ¿qué tipo de líquido puedo usar? El etanol caduca demasiado pronto y lo necesito.


Parte I: Identificación de colorantes alimentarios en caramelos

Muchos alimentos, medicamentos y cosméticos se colorean artificialmente con colorantes alimentarios aprobados por el gobierno federal (colorantes FD & amp C). Estos tintes incluyen Rojo 40, Rojo 3, Amarillo 5, Amarillo 6, Azul 1 y Azul 2. Dado que cada tinte tiene un espectro y pico de absorción identificables, se puede usar un espectrofotómetro para identificar los tipos de tinte FD & amp C usados ​​en un producto.

Los pigmentos se pueden extraer de alimentos y bebidas que contienen uno o más de estos tintes. Un espectro de absorción de ese extracto puede determinar qué colorantes hay en ese alimento o bebida comparando los picos de absorbancia máxima con la información de la siguiente tabla. Si el espectro de absorción de un extracto alimenticio tiene un pico a 630 nm y otro a 428 nm, puede asumir que el alimento contiene tanto Azul # 1 como Amarillo # 5. La siguiente tabla muestra la longitud de onda del pico de absorbancia para cada uno de estos colorantes.

Tabla 1. Longitud de onda de la absorbancia máxima de los tintes FD y amp C de uso común

Materiales

Procedimiento

A. Extracción de tinte de caramelo (su instructor lo hará por usted)

Necesitará un tubo de ensayo y una cubeta para cada color que se probará. Mida 4 ml de agua en un tubo. Coloque 2-4 caramelos del mismo color en un tubo de ensayo con el agua. Gire suavemente y espere un minuto. Luego, vierta aproximadamente 1 mL de líquido en un tubo de microcentrífuga. Haga girar el tubo de microcentrífuga a la velocidad máxima durante 60 segundos. Asegúrese de que la centrífuga esté equilibrada antes de centrifugar. Transfiera el líquido transparente (sobrenadante) a una cubeta. Asegúrese de dejar las partículas (pellet).

Figura 4. Curva de absorbancia


Un nuevo método de electroporación que utiliza un electrodo capilar y de tipo alambre.

La electroporación se usa ampliamente para lograr la transfección de genes. Un problema común en la electroporación es que tiene una viabilidad menor que cualquier otro método de transfección. En este estudio, desarrollamos un nuevo dispositivo de electroporación utilizando una punta capilar y una pipeta que fue eficaz en una amplia gama de células de mamíferos, incluidas líneas celulares, células primarias y células madre. El sistema de electroporación capilar redujo considerablemente la muerte celular durante la electroporación debido a su electrodo de tipo alambre, que tiene una pequeña superficie. Los resultados experimentales también indicaron que la viabilidad celular dependía del cambio de pH inducido por la electrólisis durante la electroporación. Además, el uso de un tubo capilar largo y estrecho combinado con un pipeteado simple acortó el tiempo total del proceso de electroporación hasta en 15 minutos, incluso en diferentes condiciones con 24 muestras. Estos resultados se apoyaron en la comparación con un sistema de electroporación convencional. La tasa de transfección y la viabilidad celular se mejoraron mediante el uso del sistema capilar, que tuvo una alta tasa de transfección de más del 80% en líneas celulares generales como HeLa y COS-7, y más del 50% en las difíciles de transfectar células tales como células madre o primarias. La viabilidad fue aproximadamente del 70 al 80% en todos los tipos de células utilizados en este estudio.


Transfección vs electroporación

Ya sea que se utilicen métodos de transfección basados ​​en reactivos virales o no virales, o los métodos más modernos basados ​​en instrumentos, como la electroporación, en teoría los resultados deberían ser más o menos similares. Independientemente del camino que tomemos para llegar, el destino debe ser el mismo. Sin embargo, como todos sabemos, no siempre es así. Ambos métodos pueden producir resultados. ¿Por qué? ¿Y cuál es el mejor método?

En términos de flexibilidad, ambos métodos permiten una pequeña variación en el proceso. Ambos permiten utilizar diferentes aplicaciones para obtener el resultado deseado en última instancia, pero estamos comenzando a ver una tendencia definida para aplicaciones específicas en particular. Para la transfección, por ejemplo, se cree que los vectores no virales como los lipoplejos son más exitosos y tienen menos factores de riesgo que los vectores virales. Y en la electroporación, los procesos de electroporación de una sola celda (SCEP) suelen verse favorecidos sobre los procesos de electroporación a granel (BEP) debido a una mayor viabilidad celular, una mayor eficiencia de transfección y una menor tasa de contaminación.

Comparación de métodos

¿Qué tan bien funciona cada método? Cuando se trata de la transfección en su conjunto, la viabilidad celular y la toxicidad celular son las principales preocupaciones. Ambos procesos corren el riesgo de reducir la viabilidad celular. Transfección, sobre todo, debido a una proporción incorrecta de reactivo de transfección, el uso de células con densidades más bajas del 70 por ciento o menos, y el almacenamiento inadecuado de reactivo de transfección (que debería ser de 39,2 grados). La viabilidad celular en la electroporación depende en gran medida de las formas de onda, la intensidad del campo, el tamaño del espacio de la cubeta, el diámetro de la celda, la temperatura, la duración del pulso y el número de pulsos, pero puede verse influenciada por muchos más factores.

La principal diferencia en el factor de riesgo aparece al observar la toxicidad celular. Una de las ventajas más destacadas y mejor publicitadas del uso de un electroporador es, por supuesto, que estos procesos basados ​​en instrumentos logran evitar muchas de las principales ventajas de la transfección basada en reactivos virales o no virales, incluida la toxicidad celular. Desafortunadamente, la toxicidad celular sigue siendo un factor importante a considerar en la transfección basada en reactivos. La toxicidad celular puede afectar significativamente los resultados, y algunos reactivos, particularmente los agentes de transfección liposomal, son bien conocidos por activar las vías de respuesta al estrés, afectando la regulación celular.

Si bien ambos métodos permiten la transferencia de ADN y ARNm, existen ventajas y desventajas de ambas técnicas que siempre deben tenerse en cuenta. Una ventaja principal de la electroporación, por ejemplo, es que cuenta con altos niveles de reproducibilidad, mientras que replicar los hallazgos en la transfección basada en reactivos puede ser un desafío, debido a las divisiones y cambios en las células. Por otro lado, la transfección basada en reactivos es una solución mucho más rentable, especialmente cuando se utilizan fosfato cálcico o polímeros catiónicos. Las diferencias de tiempo para la recolección de células entre los dos procesos son insignificantes.

¿Qué método de transfección es superior? Es una pregunta difícil de responder. Sin embargo, no es ningún secreto que muchos ahora están optando por la electroporación en lugar de la transfección basada en reactivos, porque carece del mismo nivel de restricciones que tiene la transfección basada en reactivos, sobre todo en términos del tipo de células que pueden ser atacadas. También estamos viendo un cambio debido a las limitaciones en la longitud del ADN que se inserta con la transfección basada en reactivos y debido a problemas emergentes con la bioseguridad. Sin embargo, eso no quiere decir que la transfección basada en reactivos esté muerta. Lejos de ahi. De hecho, una de las tendencias más recientes en la transfección es hibridar técnicas para aumentar la eficiencia y la viabilidad y reducir la toxicidad y otros riesgos.

En VitaScientic, podemos brindar soluciones, sin importar la opción que decida que es la mejor para usted.
Para obtener más información sobre el nuevo e innovador sistema de electroporación de tubo sellado Celetrix: Haga clic aquí & gt & gt
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Ver el vídeo: Electroporación, una Excelente Opción en Tu Cabina. Tratamiento Completo (Mayo 2022).


Comentarios:

  1. Heathcliff

    Creo que estás cometiendo un error. Envíame un correo electrónico a PM, hablaremos.

  2. Pacho

    Creo que ya se ha comentado.

  3. Finnian

    la frase Incomparable, me gusta :)

  4. Zacharia

    Lo vi por casualidad. No esperado.

  5. Ambrose

    Excelente mensaje, felicito))))))

  6. Zulukus

    Pido disculpas por interferir ... Soy consciente de esta situación. Escribe aquí o en PM.



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